اطلاعیه"انتقال دانش فنی تولید کودهای شیمیای"ارگانیک"مایع و جامد

_{از انجایی که متاسفانه روستانیان و کشاورزان ایرانی دسترسی به شبکه انیترنتی ندارند}

_{و این امر ممکن است سو استفاده کنندگانی داشته باشد و موجبات خسارت مادی و معنوی را برای عزیزان کشاورز باشد خواهشمند است}

_{که در بخش نظر خواهی یا تماس با ما}

_{farajzadedeh@mail.ru}

_{sabzineb_ebtekar@yahoo.com}

_{در خواست و یادر بخش ادرس ایمیل من مشخصات کامل با ضمانت اجرایی به ایمیل بنده با قید تعهد ارسال نمایند}

_{که در نشر این تحقیقات بدون سو استفاده مالی به غیر از هزینه اموزش انهم ناچیز اقدام کنند}

_{و اینجانب در نهایت خوشحالی که در خدمت به بشریت و دستاوردهای تحقیقاتیم و مبانی انها را در اختیارشان قرار میدهم اجر و مزد دنیایی را از انها نمی خواهم...}

_{فقط تمنا دارم بنده را به عنوان یک خادم خود و رنج دیده دوران از نا مهربانیهای ...}

_{و یک جانباز شیمیایی التماس دعا دارم}

_{بتوانم در خادمی خود خادم تر باشم.}

به امید حق بتوانم در امر انتقال دانشهای فنی تولیدات کودهای مایع جامد ارگانیگ

کود های شیمیایی کود های کمپوست کودهای نانو و بیو زیست ها را به کشاورزان عزیز سراسر جهان

انتقال داده تا خود سازنده مستقیم کود های مورد نیاز مرزعه خود باشند

به عبارتی خود کارخانه دار و کارخانه در کنار مزرعه را داشته باشند

که این حرکت شروع شده است کلاسهای اموزشی ان در مرکز ترویج

جهاد کشاورزی ارومیه با حضور کارشناسان و روسای مراکز

خدمات ترویج و بهبود تغذیه گیاهی اغاز شده است.

از کلیه عزیزان کارشناشان و متخصصان محترم تقاضا داشته

با ارایه راهکار و نظرات متعالی شان اینجانب را یاری رسان باشند.

اتقلاب نوینی در کشاورزی

====

======================

====

Yhinformation
Unfortunately, since the Iranian villagers and farmers do not have network access Anytrnty


The comment section or contact us /
Requests and enforced Yadr part of my email address complete with a stated commitment to send to my email
In publishing this research without financial abuse than even low-cost education act
And finally I am pleased that serve humanity and their achievements provide grounds Thqyqatym and I do not want to reward and pay them a world ...
I only entreat him as a suffering servant and the period of non Mhrbanyhay ...
I pray and beg for a veteran Shymyany
I'm more a servant in his Khademi.
I hope the right technical knowledge transfer to the solid, liquid, Organic Fertilizer Production
Nano-and bio-fertilizers, bio fertilizers and compost fertilizer to farmers around the world's
Your direct manufacturer of fertilizer needed to transfer their Mrzh
His words next to factories and factory farms have
This movement started in the center of educational classes promote
Experts attended the University of Agriculture and Centers
Services to promote and improve plant nutrition is started.


Experts and specialists from all the ones I had asked
With the present solutions and ideas for helping me to be their transcendent.
Atqlab modern agriculture

While, for salt and heat tolerance, the proliferation efficiency, embryonic efficiency, and regeneration efficiency were used. The results show significant medium and genotype effects for the embryogenesis capacity of calluses induction and plantlets regeneration under saline and thermal stresses. Mahon-Demias showed good callus induction and ability to proliferate and regenerate seedling under heat and salt stress conditions compared to Hidhab. No sizeable differences were observed between the two genotypes at higher salt stress rates. This study will serve as a base line for in vitro screening of several elite wheat cultivars for their ability to induce callus and regenerate plants from mature embryos, and to start selection for tolerance to salinity. انتزاعی
پاسخ از دو ژنوتیپ های گندم نان (گندم نان)، Mahon Demias (MD) و Hidhab (HD1220)، به بالغ فرهنگ جنین، تولید کالوس، و در نمک vitro و تحمل گرما مورد بررسی قرار گرفت. برای ارزیابی ژنوتیپ های به نمک و تحمل گرما، رو به رشد مورفوژنز calli به غلظت های مختلف کلرید سدیم (0، 5، 10، و 15 گرم L-1) و تحت شدت های مختلف تنش حرارتی (25، 30، 35 و 40 قرار گرفتند درجه سانتیگراد). مقایسه از دو ژنوتیپ برای صرفه جویی در کالوس از جنین بالغ گزارش شده است. در حالی که، نمک و تحمل گرما، گسترش سلاح های هسته ای بهره وری، بهره وری جنینی، و بازسازی بهره وری مورد استفاده قرار گرفت.نتایج نشان می دهد متوسط ​​قابل توجه و اثر ژنوتیپ برای ظرفیت جنین از القای پینه و باززایی گیاهچه تحت تنش شور و حرارتی است. Mahon Demias نشان داد کالوس خوب و توانایی تکثیر و بازسازی گیاهچه تحت شرایط استرس گرما و نمک در مقایسه با Hidhab. تفاوت قابل توجهی بین دو ژنوتیپ در تنش نرخ بالاتر نمک مشاهده شد. این مطالعه به عنوان خط پایه در نمایش آزمایشگاهی چندین رقم گندم نخبگان برای توانایی خود برای القاء کالوس و بازسازی گیاهان از جنین های بالغ، و برای شروع انتخاب برای تحمل به شوری خدمت می کنند 1. Introduction Plant tissue culture plays an important role in the production of agricultural and ornamental plants and in the manipulation of plants for improved agronomic performance. In vitro culture of plant cells and tissue has attracted considerable interest over recent years because it provides the means to study plant physiological and genetic processes in addition to offering the potential to assist in the breeding of improved cultivars by increasing genetic variability [1]. In wheat species, different explant sources have been used for embryogenic callus formation and plant regeneration: mature and immature embryos [2, 3], infloroscences [4, 5], coleoptile [5], shoot apical meristems [6], and anthers [7]. These tissues vary in their ability to regenerate whole plants [8]. Immature embryos and immature infloroscences gave the highest frequencies of regenerated plants in vitro [5]. Tissue culture responses which include callus induction and regeneration capacity of wheat are influenced by the genotypes, explant source, geographical origin and physiological status of the donor plants, the culture medium, and the interactions between them [3]. Both mature and immature embryos have been used extensively in tissue culture protocols, but mature embryos were found to be a better choice in comparison to immature embryos [2]. Immature embryos are better explant source when regeneration is considered, but they require time and growth facilities [9] whereas mature embryos are available throughout the year. Mature embryos can either be dissected [10] or used directly [2]. Media composition—mainly the hormonal balance—is an important factor influencing in vitro culture initiation and plant regeneration from embryos [11]. The auxin 2, 4-dichlorophenoxy acetic acid (2, 4-D) alone or in combination with cytokinins, is widely used to enhance callus induction and maintenance [12]. Genetic factors are considered to be a major contributor to the in vitro response of cultured tissues. Differences in the production of embryogenic calli and the regenerated plantlets have been observed, depending on the genotype and source of the explants [13]. Plant response to abiotic stress is a complex phenomenon, which could be approached efficiently through in vitro culture. Tolerant lines derived from conventional breeding programs or resulting from transgenic transformations could be screened via in vitro culture. This is particularly attractive for certain abiotic stresses where appropriate screening methods are unavailable or not efficient. Plant tissue culture techniques provide a promising and feasible approach to develop salt tolerant plants. In vitro selection of salt tolerant cell lines has been reported for several species (for review see [14, 15]). Although research has been conducted on in vitro selection for salt tolerance in wheat utilizing mainly somaclonal variants [16, 17], limited studies have been undertaken to the genotypic potential assessment for both callus induction and in vitro salt tolerance. Salinity is the main abiotic stress that has been addressed by in vitro selection, but applications to other stresses such as heat and drought have been reported [18]. High temperature has detrimental effects on plant growth and development, such as tassel initiation and time of flowering [19], pollen sterility [20], and rate and duration of endosperm cell division [21]. High temperature induced oxidative stress in plants [22], which caused lipid peroxidation and consequently membrane injury, protein degradation, enzyme inactivation, pigment bleaching and disruption of DNA strands [23, 24]. In addition, this is the major factor influencing the embryogenic response and plant regeneration. The combined effect of temperature incubation and medium composition on the regeneration frequency of calli derived from wheat immature embryos was reported by Creus et al. [25]. The present work was, therefore, performed in order to gain information on the comparative effects of salt and heat stress on cell viability, cell growth, and cellular recovering abilities using callus obtained from two cultivars (cvs.) of Triticum aestivum exhibiting contrasting levels of salinity and heat resistance, Mahon-Demias (MD) and Hidhab (HD1220). 1. معرفیکشت بافت گیاهی نقش مهمی در تولید گیاهان زراعی و زینتی در دستکاری از گیاهان برای بهبود عملکرد زراعی است. در فرهنگ آزمایشگاهی از سلول و بافت گیاهی، منافع قابل توجهی در سال های اخیر به خود جذب کرده است زیرا آن را فراهم می کند ابزاری برای مطالعه فرایندهای فیزیولوژیکی و ژنتیکی گیاه علاوه بر ارائه بالقوه برای کمک به پرورش ارقام اصلاح شده با افزایش تنوع ژنتیکی [1]. در گونه های گندم، منابع ریزنمونه های مختلف شده اند برای embryogenic تشکیل کالوس و باززایی گیاه استفاده می شود: جنین بالغ و نابالغ است [2، 3]، infloroscences [4، 5]، کولئوپتیل [5]، شلیک meristems های اپیکالی [6]، و بساک ها [ 7]. این بافت ها در توانایی آنها برای احیاء گیاهان کامل [8] متفاوت است. جنین نارس و نابالغ infloroscences بالاترین فرکانس گیاهان بازسازی در شرایط in vitro داد [5]. پاسخ بافت فرهنگی که شامل القاء کالوس و ظرفیت بازسازی گندم تحت تأثیر ژنوتیپ، ریزنمونه منبع، منشاء جغرافیایی و وضعیت فیزیولوژیکی گیاهان کمک کننده، محیط کشت، و فعل و انفعالات بین آنها است [3]. جنین بالغ و نابالغ هر دو به صورت گسترده در پروتکل کشت بافت استفاده می شود، اما جنین بالغ به منظور انتخاب بهتر در مقایسه با جنین های نارس [2] شد. جنین نابالغ بهتر منبع ریزنمونه هنگامی که بازسازی در نظر گرفته شده است، اما آنها نیاز به زمان و امکانات رشد [9] در حالی که جنین بالغ در طول سال در دسترس هستند. جنین بالغ هم می تواند جدا شود [10] یا مورد استفاده قرار گیرد به طور مستقیم [2].رسانه ترکیب عمدتا تعادل هورمونی یکی از عوامل مهم و موثر در شروع فرهنگ vitro و باززایی گیاه از جنین [11]. اکسین 2، 4-dichlorophenoxy اسید استیک (2، 4-D) به تنهایی یا در ترکیب با cytokinins است، به طور گسترده استفاده می شود به منظور ارتقاء کالوس و نگهداری [12]. عوامل ژنتیکی در نظر گرفته شود سهم عمده را به واکنش در شرایط in vitro کشت بافت. تفاوت در تولید embryogenic calli و گیاهچه بازسازی شده اند، مشاهده بسته به ژنوتیپ و منبع ریزنمونه [13].پاسخ گیاه به تنش های غیر جاندار یک پدیده پیچیده است، که می تواند به طور موثر از طریق در فرهنگ آزمایشگاهی نزدیک است. خطوط تحمل مشتق شده از برنامه های اصلاحی متداول یا ناشی از تحولات ژن می تواند از طریق در فرهنگ آزمایشگاهی به نمایش در می آید. این امر به ویژه برای برخی از تنش های غیر جاندار است که در آن روش های غربالگری مناسب در دسترس نیست و یا نمی کارآمد جذاب است. بافت گیاهی تکنیک های فرهنگ ارائه یک روش امیدبخش و عملی به منظور توسعه گیاهان متحمل به نمک است. در شرایط in vitro، مجموعه ای از خطوط سلولی متحمل به نمک برای چندین گونه گزارش شده است (برای بررسی [14، 15]). اگرچه تحقیقات در انتخاب آزمایشگاهی برای تحمل به شوری در گندم با استفاده به طور عمده انواع somaclonal [16، 17] انجام گرفت، مطالعات محدود شده اند برای هر دو القاء کالوس و تحمل به شوری در شرایط in vitro به ارزیابی پتانسیل ارقام انجام شده است. شوری تنش اصلی غیر جاندار است که در انتخاب آزمایشگاهی خطاب است، اما برنامه های کاربردی به تنش های دیگر مانند گرما و خشکسالی گزارش شده است [18]. درجه حرارت بالا دارای اثرات مضر بر روی رشد و توسعه، مانند شروع منگوله و گل [19]، عقیمی گرده [20]، و سرعت و مدت زمان تقسیم سلول های اندوسپرم [21]. درجه حرارت بالا، استرس اکسیداتیو در گیاهان القاء [22]، که باعث پراکسیداسیون چربی و در نتیجه آسیب غشای، تخریب پروتئین، غیر فعال کردن آنزیم، رنگدانه سفید و اخلال در رشته DNA است [23، 24]. علاوه بر این، عامل اصلی موثر بر پاسخ embryogenic و بازسازی کارخانه است. این اثر ترکیبی از انکوباسیون درجه حرارت و ترکیب متوسط ​​در فرکانس بازسازی calli، به دست آمده از جنین های نارس گندم توسط Creus و همکاران گزارش شده است. [25].کار حاضر شد، بنابراین، به منظور به دست آوردن اطلاعات در مورد اثرات مقایسه ای از نمک و تنش گرما بر زنده ماندن سلولها، رشد سلول و تلفن همراه توانایی های دوره نقاهت با استفاده از کالوس به دست آمده از دو رقم (cvs.) از نان گندم در سطح برگزاری نمایشگاه متضاد از انجام شوری و مقاومت در برابر گرما، Mahon-Demias (MD) و Hidhab (HD1220). 2. Material and Methods 2.1. Plant Materials The seeds of two bread wheat cultivars Triticum aestivum L. Mahon-Demias (MD, salt sensitive) and Triticum aestivum L. Hidhab (HD1220, salt tolerant) were supplied by the Agricultural Research Station of the Technical Institute of Field Crops (ARS-ITGC) of Setif, Algeria and used as explants. 2.2. Callus Induction Seeds of each line were sterilized in 0.5% NaOCl for 15 min, and then washed three times with sterile water. After disinfection, the mature embryos were extracted from seeds, under laminar flow hood; using a sterilized metallic scalpel and placed, scutelum side up, in Petri dishes containing Murashigue and Skoog culture medium [26], supplemented with 30 g·L−1 saccharose, 8 g·L−1 agar, and 10 mg·L−1 2, 4-D, for callus induction. Petri dishes were sealed with polyethylene film and were placed in a growth culture room under a photoperiod of 16 h light/8 h darkness, at temperature varied between 22 and 25°C, under 280 mmol·m2·s−1 light intensity. Eight mature embryos were plated per Petri dish, for a total of 96 embryos tested per genotype. 2.3. In Vitro Salt and Heat Treatment After four weeks of incubation, the induced calli were separately subcultured in MS medium supplemented with various NaCl concentrations (0, 5, 10, and 15 g·L−1), and under different thermal stress intensities (25, 30, 35, and 40°C), during 3 hours. The transplant was performed 4 weeks after in glass tubes culture on MS + 30 g·L−1 of sucrose, 8 g·L−1 of agar, 2 mg·L−1 of BAP, and 0.5 mg·L−1 NAA, for shoot regeneration. 2.4. Plant Regeneration Regenerated explants were placed in a growth medium containing half strength MS medium (MS/2), solidified with 8 g·L−1 of agar and supplemented with 30 g·L−1 of sucrose, 0.8 mg·L−1 NAA, and 0.36 mg·L−1 Kinetin for root regeneration (Table 1). The flaks were placed in the culture room under fluorescent light at ambient temperature of 22°C. The medium is changed every 15-day period. At the end of this period, callus with clearly differentiated shoots and roots was scored as regenerating callus. Each piece of regenerating callus was counted as one regardless of the number of shoots and roots. The regenerating calli, showing shoot and root formations, were transferred onto MS basal medium without growth regulators and placed in a lighted chamber to sustain the regenerated plantlets growth. The data were obtained on callus induction efficiency measured as the number of calli/total number of embryos tested × 100; the embryogenesis efficiency measured as the number of calli forming shoots/total number of calli × 100; the regeneration efficiency measured as the number of plantlets/total number of calli × 100. The number of leaves and roots per plantlet and the maximum root length were scored and callus areas were also determined. Table 1: MS media used: calogenesis (MS1), caulogenesis (MS2), and rhizogenesis (MS3). 2.5. Statistical Analysis Data interpretation effect of different salt concentration and heat degrees used is performed by analysis of variance using the software “STATITCF” version 4, followed by a comparison of means test at 5% level fisher. The separation of homologeneous groups observed among several medium is made according the Newman-Keuls test at 5% levels. 3. Results and Discussion 3.1. Genotypic Capacity of Callus Induction 3.1.1. Salt Stress Effect Callus induction rate and regeneration capacity of callus were greatly influenced by the genotype. Data analysis showed a callus induction rate of 88.5% and 58.3%, respectively for Mahon-Demias (MD) and Hidhab (HD) cultivars, suggesting significant genotypic differences in the callus induction capacity between the two genotypes (Table 2). These results corroborate those of He et al. [27], Gonzalez et al. [28], Rashid et al. [29], Chen et al. [30], and Nasircilar et al. [31] whom reported variation in callus induction and seedling regeneration frequencies varying from 11.6 to 100.0% in durum and bread wheat. According to these authors, several factors such as medium composition, nature of genotype, and explants used are sources of variation affecting processes relating to the capacity of callus induction, embryonic differentiation, and plantlets regeneration. Özgen et al. [3] compared the efficiency of mature against immature embryos; he mentioned that mature embryos showed low callus induction frequency, compensated by higher plantlets regeneration of plantlets. In this study, the variation noted for the capacity of callus induction is related to genotypic effect. The effect of salinity on callus area was superior on HD genotype compared to the other genotype MD (Figure 1). Under saline conditions, MD supported moderate salt stress intensity and behaved as a more tolerant cultivar than HD (Figure 1). These results were in agreement with those reported for barley [32]. The finding of superior genotype “MD” compared to HD for salt tolerance at cellular level together with its high potential for callus induction leads us to the conclusion that a hybridization breeding procedure using this superior plant materials supplemented with in vitro selection for salt tolerance might be beneficial for improving this trait in bread wheat. Table 2: Genotypes mean values of the measured variables at different salt treatments. Figure 1: Salt stress effect on callus area of MD and HD genotypes. 2. مواد و روشها2.1. مواد گیاهیدانه دو رقم گندم نان، گندم نان L. Mahon Demias (MD، نمک حساس) و گندم نان L. Hidhab (HD1220، متحمل) در ایستگاه تحقیقات کشاورزی از موسسه فنی محصولات مزرعه (ARS-ITGC عرضه شد ) از Setif، الجزایر و به عنوان جداکشت استفاده می شود.2.2. کالوسدانه از هر خط در هیپوکلریت سدیم 0.5٪ برای 15 دقیقه سترون شدند، و سپس سه بار با آب مقطر شسته شده است. پس از ضد عفونی، جنین بالغ از دانه های استخراج شده تحت هود جریان آرام، از سترون فلزی چاقوی کوچک جراحی و قرار داده شده، سمت scutelum استفاده، در ظروف پتری حاوی Murashigue و اسکوگ رسانه فرهنگ [26]، همراه با 30 گرم · L-1 ساکاروز ، 8 گرم · L-1 آگار و 10 میلی گرم · L-1 و 2، 4-D، برای القای کالوس. در ظرف پتری حاوی فیلم پلی اتیلن مهر و موم شد و در اتاق رشد فرهنگ تحت دوره ی نوری 16 ساعت نور / 8 ساعت تاریکی قرار داده، در درجه حرارت بین 22 و 25 متفاوت ° C کمتر از 280 میلی مول · M2 · S-1 شدت نور است. هشت جنین بالغ در هر پتری دیش قرار داده شد و در مجموع از 96 جنین مورد در هر ژنوتیپ پوشش داده است.2.3. در نمک vitro و عملیات حرارتیپس از چهار هفته پس از انکوباسیون، calli القاء شده به طور جداگانه در محیط MS تکمیل شده با غلظت های مختلف کلرید سدیم (0، 5، 10، و 15 گرم L-1) کشت، و تحت شدت های مختلف تنش حرارتی (25، 30، 35، و 40 درجه سانتی گراد) به مدت 3 ساعت است. پیوند 4 هفته پس از آن در لوله های شیشه ای فرهنگ در MS + 30 گرم · L-1، از ساکارز، 8 گرم · L-1 آگار، 2 میلی گرم · L-1 BAP و 0.5 میلی گرم · L-1 NAA انجام شد، برای بازسازی ساقه.2.4. باززایی گیاهبازسازی ریزنمونه در محیط رشد قرار داده شد، حاوی 1/2 قدرت متوسط ​​MS (MS / 2)، با 8 گرم · L-1 آگار حالت جامد در میآید و همراه با 30 گرم · L-1 از شکر چغندر قند، 0.8 میلی گرم L-1 NAA و 0.36 میلی گرم · L-1 Kinetin برای بازسازی ریشه (جدول 1). flaks در اتاق فرهنگ در زیر نور فلورسنت را در دمای محیط از 22 درجه سانتیگراد قرار داده شد متوسط ​​15-هر دوره در روز است. در پایان این دوره، کالوس با شاخه ها و ریشه به وضوح متمایز به عنوان بازسازی کالوس به ثمر رسید. هر قطعه از بازسازی کالوس به عنوان یکی بدون در نظر گرفتن تعداد شاخه ها و ریشه ها شمارش شد. تجدید calli، نشان دادن تشکلهای ساقه و ریشه، بر روی پایه محیط کشت MS بدون تنظیم کننده های رشد منتقل شده و قرار داده شده در یک اتاق روشن به حفظ رشد گیاهچه های بازسازی شده. داده ها بر روی القاء کالوس بهره وری اندازه گیری به عنوان تعداد از calli / تعداد رویان های آزمایش × 100 به دست آمد و بهره وری از جنین به عنوان تعدادی از شاخه های تشکیل calli / تعداد از calli × 100 اندازه گیری بهره وری از بازسازی به عنوان تعدادی از اندازه گیری بوته / تعداد calli × 100. تعداد برگ و ریشه در plantlet و حداکثر طول ریشه و گل شد و مناطق کالوس نیز تعیین گردید.جدول 1: MS رسانه ها استفاده می شود: calogenesis (MS1)، caulogenesis (MS2)، و rhizogenesis (MS3).2.5. تجزیه و تحلیل آماریتفسیر داده ها اثر غلظت نمک های مختلف و درجه حرارت استفاده می شود تجزیه و تحلیل واریانس با استفاده از نرم افزار "STATITCF" نسخه 4، و پس از مقایسه از آزمون به معنای در سطح 5٪ فیشر انجام شد. جدایی از گروه homologeneous مشاهده شده در میان متوسط ​​چند است که بر اساس آزمون نیومن-Keuls در سطح 5٪ ساخته شده است.3. نتایج و بحث3.1. ظرفیت ژنوتیپی از کالوس3.1.1. نمک اثر تنشمیزان ظرفیت های کالوس و باززایی از کالوس تا حد زیادی تحت تأثیر ژنوتیپ. تحلیل داده ها نشان داد نرخ القاء کالوس از 88.5٪ و 58.3٪، به ترتیب برای Mahon Demias (MD) و Hidhab (HD) ارقام نشان می دهد تفاوت قابل توجه ارقام در ظرفیت های کالوس بین دو ژنوتیپ (جدول 2). این نتایج تایید کسانی که از او و همکاران. [27]، گونزالس و همکاران. [28]، رشید و همکاران. [29]، چن و همکاران. [30]، و Nasircilar و همکاران. [31] چه کسی تنوع در القا کالوس و نهال فرکانس های بازسازی مختلفی از 11،6 تا 100،0٪ در گندم دوروم و گندم نان گزارش شده است. با توجه به این نویسندگان، عوامل مختلفی از جمله ترکیب متوسط، طبیعت ژنوتیپ، ریزنمونه استفاده می شود، منابع از فرآیندهای موثر بر تغییرات مربوط به ظرفیت های کالوس، تمایز جنین و باززایی گیاهچه. Özgen و همکاران. [3] در مقایسه با بهره وری بالغ علیه جنین نابالغ؛ او به ذکر است که جنین بالغ فرکانس پایین القاء کالوس نشان داد، جبران بازسازی بالاتر بوته از بوته است. در این مطالعه، تغییرات اشاره کرد ظرفیت القاء کالوس مربوط به اثر ژنوتیپی. اثر شوری بر منطقه کالوس برتر در ژنوتیپ HD نسبت به MD ژنوتیپ دیگر (شکل 1). در شرایط شور، MD حمایت نمک متوسط ​​شدت استرس و رفتار به عنوان یک رقم تحمل بیشتری نسبت به HD (شکل 1). این نتیجه در توافق با آن جو [32]. یافته ژنوتیپ برتر "MD" برای تحمل نمک در سطح سلولی به همراه پتانسیل بالای خود را برای القای کالوس به HD مقایسه ما را به این نتیجه رسیدند که ممکن است یک روش هیبریداسیون پرورش با استفاده از این مواد گیاهی برتر با انتخاب آزمایشگاهی برای تحمل نمک تکمیل مفید برای بهبود این صفت در گندم نان.جدول 2: رقم میانگین مقادیر متغیرهای اندازه گیری شده در درمانهای مختلف نمک است.شکل 1: اثر تنش نمک در منطقه کالوس از ژنوتیپ های HD و MD. 3.1.2. Heat Stress Effect Both varieties were significantly affected by heat stress, but compared to HD, MD was relatively more tolerant to heat stress treatments, as far as callus induction is concerned (Table 3). The same result was observed for callus area, for which HD exhibited a linear decrease in response to heat stress, while MD was less responsive to heat treatment change (Figure 2). These findings agree with those of Dani [33] who found that callus biomass production is reduced on exposure to high temperatures for longer periods in cotton. HD was earlier found to be severely affected by high temperature. Degree of heat tolerance observed in the whole plant in HD was exhibited in callus tissues also. These results suggest a heat tolerance mechanism operating at cellular as well as whole plant level. Table 3: Genotypes mean values of the measured variables at different heat treatments. Figure 2: Heat stress effects on callus area of MD and HD genotypes. 3.2. Callus Proliferation and Plantlets Regeneration under Salt Stress Callus proliferation efficiency differed significantly between genotypes, varied according to the salt treatments tested (Table 2, Figure 3). MD showed more tolerance to salt stress (5 g·L−1 NaCl) compared to HD. At higher levels of salt stress, MD reacts moderately whereas HD showed abrupt decrease in the capacity of callus proliferation which reached 25% at 15 g·L−1 NaCl treatments (Table 2). MD presented a curvilinear-type response to salinity whereas HD exhibited a linear response type (Figure 3). 2.4-D is generally reported as the best auxine which supports and enhances callus induction and subculture of grasses [34]. In the present study, 2.4-D auxin was used at a concentration of 10 mg·L−1 of MS medium for callus proliferation. The results indicated that there were genotypic differences in callus proliferation under saline conditions. MD, a landrace-variety, exhibited tolerance to salt stress compared to the recently released variety HD. However, on moderate salinity levels, MD showed a low embryonic efficiency with a value of 8.3%, while HD exhibited a relatively higher value of 12.5% for the same trait. The difference between the two genotypes for this characteristic is not significant at higher levels of salinity (Table 2, Figure 4). According to Bradle et al. [35], addition of cytokinins to the culture medium, particularly BAP at low concentration, enhances the formation of embryonic calli. Here, MS medium was supplemented with 2 mg·L−1 BAP and 0.5 mg·L−1 NAA for shoot initiation; and with 0.8 mg·L−1 NAA and 0.36 mg·L−1 Kinetin for root formation. Figure 3: NaCl effect on callus proliferation efficiency of MD and HD genotypes. Figure 4: Embryogenic (a) and regeneration (b) efficiencies of MD and HD genotypes in response to salt stress. The regeneration rate of seedlings was null under salinity for HD proliferating calli and very low, taking a value of 4% for MD. He et al. [36] mentioned that IAA supports production of an excessive radicular system. Bregitzer et al. [37] report that the number of green plantlets produced by incubated embryos was significantly affected by genotype and 2.4-D auxin concentration. Balli et al. [38] reported a maximum regeneration rate with the addition of 2.5 mg·L−1 of 2.4-D. Neither the IAA nor the 2.4-D was used for the regeneration of the plantlets in the present study. Generally, cellular cultures of high totipotency result from the friable embryogenic calli. Here, the majority of explants take the brownish color under salinity, well before the formation of tiller. Friable embryogenic calli were difficult to obtain from both genotypes. However, calli having green tasks developed quickly tillers and an average of 2 roots per plantlet, in the initial medium. The shoots developed slowly, producing 2- to 4- rolled up leaves. However, when seedlings were placed in the roots regeneration medium, roots and shoots growth was faster. The initiated roots had length varying from 20 to 25 mm (Table 2). 3.3. Main Number Plantlets Regenerated (MNPR) Plantlets regenerated from the two tested varieties were determinate as mean number of plantlets regenerated per number of calli proliferated per variety. We noted that the number of plantlets regenerated for both tested genotypes was low under salt as well as under heat stress (Table 4, Figure 5). El-Meleigy et al. [39] reported that NaCl inhibited tomato plantlets regeneration. Rus et al. [40] found a positive correlation between the response to the salinity of cells resulting from the calli proliferation and that of adult plants. Rus et al. [41] noted a reduction of the relative growth rate and relative water content of proliferating calli in salted medium comparatively to proliferating calli-free salt medium. Chen et al. [42] noted that shoots growth of Eucalyptus microcorys was inhibited under salinity. Abebe et al. [43] get a reduction of 37% of callus growth in saline stress conditions at 100 mM NaCl. Salinity is regarded as being a major factor limiting development of plants and crops production potential. The adult plant performance of MD and HD cultivars under salt stress revealed two major differences between the two genotypes (i) a lower rate of transfer from the root to the shoot (xylem loading) in the salt tolerant genotype, and (ii) a higher capacity of the leaf sheath in the tolerant genotype to extract and sequester Na+ as it entered the leaf [44]. Lutts et al. [45] reported that in salt conditions, calli obtained from the wheat-resistant genotype exhibited the highest relative growth rate (RGR) and this is in accordance with a lower impact of high NaCl dose on whole plant growth of this genotype. Table 4: Plantlets regeneration per calli after exposure to both saline and thermal stresses. Figure 5: In vitro tissue culture mature embryos photography: (a) cal induction, (b) proliferation, (c) leaves formation, (d) root formation of MD (heat stress: 1, 5, 9, and 13, salt stress: 2, 6, 10 and 14); HD (heat stress: 3, 7, 11, and 15, salt stress: 4, 8, 12, and 16). Salinity develops more particularly in the arid and semiarid areas. Salinity tolerance is a polygenic trait, difficult to select for using traditional methods under field conditions [46]. In vitro culture is an alternate way to generate salt tolerant plants. Transgenic plant production overexpressing salt tolerance genes can also contribute positively to this objective [46–48]. In vitro culture constitutes a powerful method to improve salinity tolerance via somaclonale variation. It is also a means which contributes to seedling genetic transformation. In this context, it is important to develop an efficient protocol for callus proliferation for the in vitro selection of tolerant plant material against abiotic stresses and to enlarge research toward genetic engineering. 3.1.2. تنش گرما اثرهر دو رقم با استرس گرما به طور قابل توجهی تحت تاثیر قرار شد، اما در مقایسه به HD MD بود، نسبتا مقاوم به حرارت درمان استرس، تا آنجا که کالوس مربوط می شود (جدول 3). نتیجه یکسان برای منطقه کالوس، که HD کاهش خطی در پاسخ به استرس های حرارتی به نمایش گذاشته، در حالی که MD کمتر پاسخ به تغییرات حرارتی (شکل 2) مشاهده شد. این یافته ها با کسانی که از دنی موافق هستم [33] که نشان داد که زیست توده تولید کالوس میگردد قرار گرفتن در معرض دمای بالا برای مدت طولانی تر در پنبه کاهش می یابد. HD قبلا وجود داشت و به شدت در دمای بالا تحت تاثیر قرار می گیرند. درجه تحمل به گرما مشاهده در کل گیاه در HD در بافت کالوس به نمایش گذاشته شد. این نتایج نشان می دهد عامل مکانیسم تحمل به گرما در تلفن همراه و همچنین سطح گیاه کامل است.جدول 3: رقم میانگین مقادیر متغیرهای اندازه گیری شده در عملیات حرارتی مختلف است.شکل 2: اثر تنش گرما در منطقه کالوس از ژنوتیپ های HD و MD.3.2. گسترش سلاح های کال و بازسازی بوته در شرایط تنش شوریکال بهره وری گسترش سلاح های هسته ای به طور معنی داری بین ژنوتیپ ها متفاوت است، متفاوت با توجه به درمان آزمایش نمک (جدول 2 و شکل 3). MD نشان داد تحمل بیشتر به تنش نمک (5 گرم · L-1 مولار) نسبت به HD. در سطوح بالاتری از استرس نمک، MD متوسط ​​واکنش نشان می دهد در حالی که HD کاهش ناگهانی در از ظرفیت های کالوس گسترش سلاح های هسته ای که 25٪ را در 15 گرم · L-1 مولار درمان (جدول 2) رسید نشان داد. MD ارائه خطوط منحنی از نوع پاسخ به شوری در حالی که HD به نمایش گذاشته نوع خطی (شکل 3). 2.4-D است که به طور کلی به عنوان بهترین auxine است که پشتیبانی و افزایش القاء کالوس و کشت چمن [34] گزارش شده است. در مطالعه حاضر، 2.4 D اکسین در غلظت 10 میلی گرم L-1 متوسط ​​MS برای گسترش سلاح های هسته ای کالوس استفاده شد. نتایج نشان داد که تفاوت ارقام در گسترش سلاح های هسته ای کالوس تحت شرایط شور وجود دارد. MD، توده های مختلف، به نمایش گذاشته شده تحمل به تنش شوری در مقایسه با انواع HD به تازگی منتشر شده است. با این حال، در سطوح شوری متوسط، MD بهره وری پایین جنینی با ارزش از 8.3٪ نشان داد، در حالی که HD یک مقدار نسبتا بالاتر از 12.5٪ برای صفت به نمایش گذاشته است. تفاوت بین دو ژنوتیپ ها از لحاظ این ویژگی است در سطوح بالاتری از شوری (جدول 2 و شکل 4) معنی دار نبود. با توجه به Bradle و همکاران. [35]، علاوه بر از cytokinins به محیط کشت، به خصوص BAP در غلظت کم، افزایش شکل گیری جنینی calli. در اینجا، MS متوسط ​​با 2 میلی گرم L-1 BAP و 0.5 میلی گرم · L-1 NAA برای شروع ساقه تکمیل شد و با 0.8 میلی گرم · L-1 NAA و 0.36 میلی گرم · L-1 Kinetin برای تشکیل ریشه است.شکل 3: اثر کلرید سدیم بر روی بهره وری گسترش سلاح های هسته ای کالوس MD و ژنوتیپ های HD.شکل 4: Embryogenic (a) و بازسازی (ب) بازده از ژنوتیپ های HD و MD در پاسخ به نمک استرس.میزان بازسازی نهال تهی تحت شوری HD از تکثیر calli و بسیار کم بود، با گرفتن یک مقدار از 4٪ MD. او و همکاران. [36] ذکر است که IAA پشتیبانی از تولید یک سیستم ریشهای بیش از حد است. Bregitzer و همکاران. [37] گزارش که تعدادی از بوته های سبز رنگ تولید شده توسط جنین رشد قابل توجهی ژنوتیپ و 2.4 D غلظت اکسین تحت تاثیر قرار نگرفت. Balli و همکاران. [38] با حداکثر سرعت بازسازی علاوه بر این از 2.5 میلی گرم · L-1 از 2.4-D است. نه IAA و نه 2.4-D برای بازسازی بوته در مطالعه حاضر مورد استفاده قرار گرفت. به طور کلی، فرهنگ های سلولی از نتیجه های بالا totipotency را از شکننده embryogenic calli. در اینجا، اکثریت از جداکشت رنگ قهوه ای را تحت شوری، و قبل از شکل گیری پنجه. شکننده embryogenic calli دشوار بود از هر دو ژنوتیپ های به دست آوردن. با این حال، calli داشتن وظایف سبز توسعه به سرعت پنجه و به طور متوسط ​​از 2 ریشه در plantlet را، در محیط اولیه. شاخه های توسعه یافته به آرامی، با تولید 2 - تا 4 - نورد تا برگ. با این حال، هنگامی که نهال در محیط باززایی ریشه قرار گرفتند، ریشه ها و شاخه های رشد سریع تر است. ریشه آغاز طول های مختلف از 20 تا 25 میلی متر (جدول 2).3.3. گیاهچه های شماره اصلی بازسازی شده (MNPR)گیاهچه های بازسازی شده از دو رقم مورد آزمایش قرار معین به عنوان متوسط ​​تعداد بوته در هر تعداد از calli نشو و نما در انواع بازسازی شده بودند. اشاره کرد که تعدادی از بوته های بازسازی شده برای هر دو ژنوتیپ آزمایش کم تحت نمک و همچنین تحت فشار حرارت (جدول 4 و شکل 5). ال Meleigy و همکاران. [39] گزارش شده است که نمک طعام را مهار گوجه فرنگی باززایی گیاهچه. روس و همکاران. 40] همبستگی مثبت بین پاسخ به شوری از سلول های حاصل از گسترش سلاح های هسته ای calli و از گیاهان بالغ. روس و همکاران. [41] اشاره کرد کاهش نرخ رشد نسبی و محتوای آب نسبی تکثیر calli در محیط شور نسبتا به تکثیر متوسط ​​calli بدون نمک. چن و همکاران. [42] اشاره کرد که رشد شاخساره microcorys اکالیپتوس تحت شوری مهار شد. Abebe و همکاران. [43] کاهش 37 درصد رشد کالوس در شرایط تنش شور در 100 میلی مولار کلرید سدیم است. شوری است به عنوان عامل مهم محدود کننده توسعه پتانسیل تولید گیاهان و محصولات کشاورزی در نظر گرفته شده است. عملکرد گیاهی بزرگسال MD و HD ارقام در شرایط تنش شوری نشان داد دو تفاوت عمده بین این دو ژنوتیپ (I) با نرخ پایین تر از ریشه به ساقه انتقال (آوند چوبی در حال بارگذاری) در ژنوتیپ متحمل به نمک، و (ب) بالاتر ظرفیت غلاف برگ در ژنوتیپ های متحمل به استخراج و جدا کردن + سدیم آن را به عنوان وارد برگ [44]. Lutts و همکاران. [45] گزارش شده است که در شرایط نمک، calli به دست آمده از ژنوتیپ گندم مقاوم به نمایش گذاشته شده بیشترین میزان رشد نسبی (RGR) و این است که در مطابق با تاثیر کلرید سدیم با دوز بالا به پایین بر رشد بوته تمام این ژنوتیپ.جدول 4: گیاهچه بازسازی در calli به پس از قرار گرفتن در معرض تنش هر دو شور و حرارتی.شکل 5: در شرایط in vitro عکاسی کشت بافت بالغ جنین: (الف) القاء کال، (ب) گسترش تسلیحات تخریب دست جمعی، (ج) ترک می سازند، (D) تشکیل ریشه MD (گرما استرس: 1، 5، 9، و 13، استرس نمک : 2، 6، 10 و 14). HD (گرمای استرس: 3، 7، 11، و 15، استرس نمک: 4، 8، 12، و 16).شوری توسعه به خصوص در مناطق خشک و نیمه خشک است. تحمل به شوری صفت polygenic را انتخاب کنید با استفاده از روش های سنتی [46] تحت شرایط مزرعه مشکل است. در کشت آزمایشگاهی، یک راه جایگزین برای تولید گیاهان متحمل به نمک است. گیاه تراریخته تولید دارای تظاهرات بالای ژن تحمل به نمک نیز می تواند مثبت به این هدف کمک [46-48]. در فرهنگ آزمایشگاهی به منزله یک روش قدرتمند برای بهبود تحمل به شوری از طریق تنوع somaclonale. این همچنین بدان معنی است که منجر به تحول نهال ژنتیکی است. در این زمینه، مهم است که به توسعه پروتکل کارآمد برای گسترش سلاح های هسته ای کالوس برای انتخاب در آزمایشگاه مواد گیاهی تحمل در برابر تنش های غیر جاندار و پژوهش را به سوی مهندسی ژنتیک تا تصویر را بزرگ تر ببینید. 4. Conclusion In vitro tissue culture could be an important means of improving crop tolerance and yield through genetic transformation as well as by induced somaclonal variation. Therefore, it is important to devise an efficient protocol of callus proliferation to start in vitro selection for salt and heat stress tolerance, and to broaden opportunities for genetic manipulation of wheat through tissue culture, including trying various explants and media. The results of this study indicated that MD showed a good callus induction while HD exhibited a rather intermediate-to-low callus induction capacity. Differential genotypic response was also noted in callus ability to proliferate and regenerate seedling under heat and salt stress conditions. Therefore, to obtain a suitable wheat plant regeneration system for a given genotype of wheat, it is necessary to screen several elite wheat cultivars for their ability to induce callus and regenerate plants from mature embryos, and to start selection for tolerance to salinity. 5. Author’s Contribution L. Benderradji and F. Brini contributed equally to this work and should be considered as cofirst authors. Acknowledgments This work was supported jointly by grants from the Ministry of Higher Education and Scientific Research, Tunisia, and the Ministry of Higher Education and Scientific Research, Algeria. References 1. A. Karp, S. H. Steel, S. Parmar, M. G. K. Jones, P. R. Shewry, and A. Breiman, “Relative stability among barley plants regenerated from cultured immature embryos,” Genome, vol. 29, pp. 405–412, 1987. 2. M. Özgen, M. Türet, S. Altinok, and C. Sancak, “Efficient callus induction and plant regeneration from mature embryo culture of winter wheat (Triticum aestivum L.) genotypes,” Plant Cell Reports, vol. 18, no. 3-4, pp. 331–335, 1998. View at Publisher · View at Google Scholar · View at Scopus 3. M. Özgen, M. Türet, S. Özcan, and C. Sancak, “Callus induction and plant regeneration from immature and mature embryos of winter durum wheat genotypes,” Plant Breeding, vol. 115, no. 6, pp. 455–458, 1996. 4. F. A. Redway, V. Vasil, D. Lu, and I. K. Vasil, “Identification of callus types for long-term maintenance and regeneration from commercial cultivars of wheat (Triticum aestivum L.),” Theoretical and Applied Genetics, vol. 79, no. 5, pp. 609–617, 1990. View at Publisher · View at Google Scholar · View at Scopus 5. H. Benkirane, K. Sabounji, A. Chlyah, and H. Chlyah, “Somatic embryogenesis and plant regeneration from fragments of immature inflorescences and coleoptiles of durum wheat,” Plant Cell, Tissue and Organ Culture, vol. 61, no. 2, pp. 107–113, 2000. View at Publisher · View at Google Scholar · View at Scopus 6. A. Ahmad, H. Zhong, W. Wang, and M. B. Sticklen, “Shoot apical meristem: in vitro regeneration and morphogenesis in wheat (Triticum aestivum L.),” In Vitro Cellular and Developmental Biology, vol. 38, no. 2, pp. 163–167, 2002. View at Publisher · View at Google Scholar · View at Scopus 7. T. A. Armstrong, S. G. Metz, and P. N. Mascia, “Two regeneration systems for the production of haploid plants from wheat anther culture,” Plant Science, vol. 51, no. 2-3, pp. 231–237, 1987. View at Scopus 8. F. Delporte, O. Mostade, and J. M. Jacquemen, “Plant regeneration through callus initiation from thin mature embryo fragments of wheat (Triticum aestivum) genotypes,” Plant Cell, Tissue and Organ Culture, vol. 67, no. 1, pp. 73–80, 2001. 9. J. M. Zale, H. Borchardt-Wier, K. K. Kidwell, and C. M. Steber, “Callus induction and plant regeneration from mature embryos of a diverse set of wheat genotypes,” Plant Cell, Tissue and Organ Culture, vol. 76, no. 3, pp. 277–281, 2004. View at Publisher · View at Google Scholar · View at Scopus 10. Y. Yu, J. Wang, M. L. Zhu, and Z. M. Wei, “Optimization of mature embryo-based high frequency callus induction and plant regeneration from elite wheat cultivars grown in China,” Plant Breeding, vol. 127, no. 3, pp. 249–255, 2008. View at Publisher · View at Google Scholar · View at Scopus 11. W. Jiang, C. Myeong-Je, and P. G. Lemaux, “Improved callus quality and prolonged regenerability in model and recalcitrant barley (Hordeum vulgare L.) cultivars,” Plant Biotechnology, vol. 15, no. 2, pp. 63–69, 1998. View at Scopus 12. A. M. Castillo, B. Egaña, J. M. Sanz, and L. Cistué, “Somatic embryogenesis and plant regeneration from barley cultivars grown in Spain,” Plant Cell Reports, vol. 17, no. 11, pp. 902–906, 1998. View at Publisher · View at Google Scholar · View at Scopus 13. S. Ganeshan, M. Baga, B. L. Harwey, B. G. Rossnagel, G. J. Scoles, and R. N. Chibbar, “Production of multiple s hoots from thiadiazuron-treated mature embryos and leaf-base/apical meristems of barley (Hordeum vulgare L.),” Plant Cell, Tissue and Organ Culture, vol. 73, pp. 57–64, 2003. 14. M. Dracup, “Increasing salt tolerance of plants through cell culture requires greater understanding of tolerance mechanisms,” Australian Journal of Plant Physiology, vol. 18, pp. 1–15, 1991. 15. M. Tal, “In vitro selection for salt tolerance in crop plants: theoretical and practical considerations,” In Vitro Cellular and Developmental Biology, vol. 30, no. 4, pp. 175–180, 1994. View at Scopus 16. M. N. Barakat and T. H. Abdel-Latif, “In vitro selection of wheat callus tolerant to high levels of salt and plant regeneration,” Euphytica, vol. 91, no. 2, pp. 127–140, 1996. View at Scopus 17. M. Karadimova and G. Djambova, “Increased NaCl-tolerance in wheat (Triticum aestivum L. and T. durum Desf.) through in vitro selection,” In Vitro Cellular and Developmental Biology, vol. 23, pp. 180–182, 1993. 18. S. Lutts, J. M. Kinet, and J. Bouharmont, “Effects of salt stress on growth, mineral nutrition and proline accumulation in relation to osmotic adjustment in rice (Oryza sativa L.) cultivars differing in salinity resistance,” Plant Growth Regulation, vol. 19, no. 3, pp. 207–218, 1996. View at Scopus 19. R. H. Ellis, R. J. Summerfield, G. O. Edmeades, and R. H. Roberts, “Photoperiod, temperature, and the interval from sowing to tassel initiation in diverse cultivars of maize,” Crop Science, vol. 32, pp. 1225–1232, 1992. 20. H. S. Saini and D. Aspinall, “Sterility in wheat (Triticum aestivum L.) induced by water deficit or high temperature: possible mediation by abscisic acid,” Australian Journal of Plant Physiology, vol. 9, pp. 529–537, 1982. 21. R. J. Jones, J. A. Roessler, and S. Ouattar, “Thermal environment during endosperm cell division in maize: effect on number of endosperm cells and starch granules,” Crop Science, vol. 25, pp. 830–834, 1985. 22. M. Gong, S. N. Chen, Y. Q. Song, and Z. G. Li, “Effect of calcium and calmodulin on intrinsic heat tolerance in relation to antioxidant systems in maize seedlings,” Australian Journal of Plant Physiology, vol. 24, no. 3, pp. 371–379, 1997. View at Scopus 23. J. A. Anderson and S. R. Padhye, “Protein aggregation, radical scavenging capacity, and stability of hydrogen peroxide defense systems in heat-stressed vinca and sweet pea leaves,” Journal of the American Society for Horticultural Science, vol. 129, no. 1, pp. 54–59, 2004. View at Scopus 24. J. A. Imlay and S. Linn, “DNA damage and oxygen radical toxicity,” Science, vol. 240, no. 4857, pp. 1302–1309, 1988. View at Scopus 25. C. M. Creus, R. J. Sueldo, and C. A. Barassi, “Water relations and yield in Azospirillum-inoculated wheat exposed to drought in the field,” Canadian Journal of Botany, vol. 82, no. 2, pp. 273–281, 2004. View at Publisher · View at Google Scholar · View at Scopus 26. T. Murashige and F. Skoog, “A revised medium for rapid growth and bioassays with tobacco tissue cultures,” Physiologia Plantarum, vol. 15, pp. 473–497, 1962. 27. D. G. He, Y. M. Yang, and K. J. Scott, “A comparison of scutellum callus and epiblast callus induction in wheat: the effect of genotype, embryo age and medium,” Plant Science, vol. 57, no. 3, pp. 225–233, 1988. View at Scopus 28. J. M. Gonzalez, E. Friero, and N. Jouve, “Influence of genotype and culture medium on callus formation and plant regeneration from immature embryos of (Triticum turgidum Desf.) cultivars,” Plant Breeding, vol. 120, no. 6, pp. 513–517, 2001. View at Publisher · View at Google Scholar · View at Scopus 29. H. Rashid, R. A. Ghani, Z. Chaudhry, S. M. S. Naqvi, and A. Quraishi, “Effects of media, growth regulators and genotypes on callus induction and regeneration in wheat (Triticum aestivum L.),” Biotechnology, vol. 1, no. 1, pp. 46–54, 2002. 30. J. Y. Chen, R. Q. Yue, H. X. Xu, X.-J. Chen, and Y. M. Zhang, “Study on plant regeneration of wheat mature embryos under endosperm-supported culture,” Agricultural Sciences in China, vol. 5, no. 8, pp. 572–578, 2006. View at Publisher · View at Google Scholar · View at Scopus 31. A. G. Nasircilar, K. Turgut, and K. Fiskin, “Callus induction and plant regeneration from mature embryos of different wheat genotypes,” Pakistan Journal of Botany, vol. 38, no. 3, pp. 637–645, 2006. View at Scopus 32. P. J. Dale and E. Deambrogio, “A comparison of callus induction and plant regeneration from different explants of (Hordeum vulgare L.),” Zeitschrift fur Pflanzenzuchtung, vol. 94, pp. 65–77, 1976. 33. R. G. Dani, “Biotechnological research of cotton: two decades in soviet retrospection,” Advances in Plant Sciences, vol. 5, pp. 433–447, 1992. 34. A. Chaudhury and R. Qu, “Somatic embryogenesis and plant regeneration of turf-type bermudagrass: effect of 6-benzyladenine in callus induction medium,” Plant Cell, Tissue and Organ Culture, vol. 60, no. 2, pp. 113–120, 2000. View at Publisher · View at Google Scholar · View at Scopus 35. D. E. Bradle, A. H. Bruneau, and R. Qu, “Effects of cultivar explant treatment, and medium supplements on callus induction and plantlet regeneration in perennial ryegrass,” International Turfgrass Society Research Journal, vol. 9, pp. 152–156, 2001. 36. D. G. He, G. Tanner, and K. J. Scott, “Somatic embryogenesis and morphogenesis in callus derived from the epiblast of immature embryos of wheat (Triticum aestivum),” Plant Science, vol. 45, no. 2, pp. 119–124, 1986. View at Scopus 37. P. Bregitzer, L. S. Dahleen, and R. D. Campbell, “Enhancement of plant regeneration from embryogenic callus of commercial barley cultivars,” Plant Cell Reports, vol. 17, no. 12, pp. 941–945, 1998. View at Publisher · View at Google Scholar · View at Scopus 38. A. M. R. Balli, B. G. Rossnagel, and K. K. Kartha, “Evaluation of 10 Canadian barley (Hordeum vulgare L.), Cultivars for tissue culture response,” Canadian Journal of Plant Science, vol. 73, pp. 171–174, 1993. 39. S. A. El-Meleigy, M. F. Gabr, F. H. Mohamed, and M. A. Ismail, “Responses to NaCl salinity of tomato cultivated and breeding lines differing in salt tolerance in callus cultures,” International Journal of Agriculture & Biology, vol. 6, no. 1, pp. 19–26, 2004. 40. A. M. Rus, M. Panoff, F. Perez-Alfocea, and M. C. Bolarin, “NaCl responses in tomato calli and whole plants,” Journal of Plant Physiology, vol. 155, no. 6, pp. 727–733, 1999. View at Scopus 41. A. M. Rus, S. Rios, E. Olmos, A. Santa-Cruz, and M. C. Bolarin, “Long-term culture modifies the salt responses of callus lines of salt-tolerant and salt-sensitive tomato species,” Journal of Plant Physiology, vol. 157, no. 4, pp. 413–420, 2000. View at Scopus 42. D. M. Chen, F. J. Keiper, and L. F. De Filippis, “Physiological changes companying the induction of salt tolerance in Eucalyptus microcroys shoots in tissue culture,” Journal of Plant Physiology, vol. 152, pp. 555–563, 1998. 43. T. Abebe, A. C. Guenzi, B. Martin, and J. C. Cushman, “Tolerance of mannitol-accumulating transgenic wheat to water stress and salinity,” Plant Physiology, vol. 131, no. 4, pp. 1748–1755, 2003. View at Publisher · View at Google Scholar · View at PubMed · View at Scopus 44. L. Benderradji, F. Brini, S. Ben Amar, et al., “Sodium transport in seedlings of two bread wheat (Triticum aestivum L.) genotypes differing in their tolerance to salt stress,” Australian Journal of Crop Sciences, vol. 5, no. 3, pp. 233–241, 2011. 45. S. Lutts, M. Almansouri, and J. M. Kinet, “Salinity and water stress have contrasting effects on the relationship between growth and cell viability during and after stress exposure in durum wheat callus,” Plant Science, vol. 167, no. 1, pp. 9–18, 2004. View at Publisher · View at Google Scholar · View at Scopus 46. R. A. Richards, “Defining selection criteria to improve yield under drought,” Plant Growth Regulation, vol. 20, no. 2, pp. 157–166, 1996. View at Scopus 47. H. J. Bohnert, R. G. Jensen, T. J. Flowers, and A. R. Yeo, “Metabolic engineering for increased salt tolerance—the next step,” Australian Journal of Plant Physiology, vol. 23, no. 5, pp. 661–667, 1996. View at Scopus 48. I. Winicov, “Characterization of rice (Oryza sativa L.) plants regenerated from salt-tolerant cell lines,” Plant Science, vol. 113, no. 1, pp. 105–111, 1996. View at Scopus 3. نتیجهدر کشت بافت به روش In vitro می تواند ابزار مهم بهبود تحمل و برداشت محصول از طریق تحول ژنتیکی و همچنین ناشی از تنوع somaclonal است. بنابراین، مهم است که به تدبیر پروتکل موثر از گسترش سلاح های هسته ای کالوس انتخاب در آزمایشگاه برای تحمل استرس نمک و حرارت شروع و گسترش فرصت ها برای دستکاری ژنتیکی گندم از طریق کشت بافت، از جمله تلاش جداکشت های مختلف و رسانه های را. نتایج این مطالعه نشان داد که MD نشان داد کالوس در حالی که HD به نمایش گذاشته و نه ظرفیت القاء کالوس متوسط ​​به پایین است. دیفرانسیل پاسخ ژنوتیپی نیز در توانایی کالوس تکثیر و بازسازی گیاهچه تحت شرایط تنش گرما و نمک شد. بنابراین، برای به دست آوردن سیستم باززایی گیاه گندم مناسب برای یک ژنوتیپ گندم داده شده، لازم است به صفحه نمایش چند رقم گندم نخبگان برای توانایی خود برای القاء کالوس و بازسازی گیاهان از جنین های بالغ، و برای شروع انتخاب برای تحمل به شوری است.5. سهم نویسندهL. Benderradji و Brini F. به همان اندازه به این کار و باید عنوان نویسندگان cofirst در نظر گرفته.تشکر و قدردانیاین کار به طور مشترک توسط کمک های مالی از وزارت آموزش عالی و تحقیقات علمی، تونس، و وزارت آموزش عالی و پژوهش های علمی، الجزایر شد.پیوند به بیرون1.A. Karp: SH فولاد، S. Parmar، MGK جونز، Shewry PR، و عباس Breiman، "ثبات نسبی در میان گیاهان جو بازسازی شده از کشت جنین نابالغ، ژنوم، جلد. 29، صص 405-412، 1987. 2.M. Özgen،: M. Türet، S. Altinok، و Sancak C.، "کارآمد القا کالوس و باززایی گیاه از کشت جنین بالغ گندم زمستانه (. Triticum aestivum L.) در ژنوتیپ های،" گزارش های سلول های گیاهی، جلد. 18، است. 3-4 ص 331-335، 1998. در ناشر · مشاهده در گوگل پژوهشگر · مشاهده در Scopus3.M. Özgen، M.، S. Türet Özcan، و Sancak C.، "القاء کالوس و باززایی گیاه از جنین نارس و بالغ زمستان ژنوتیپ گندم دوروم،" اصلاح نباتات، جلد. 115، نه. 6، صص 455-458، 1996. 4.F. : A. Redway، V. Vasil، D. لو، و Vasil IK، "شناسایی انواع کالوس برای تعمیر و نگهداری و بازسازی بلند مدت را از ارقام تجاری گندم (. Triticum aestivum L.) در" نظری و کاربردی ژنتیک، جلد. 79، نه. 5، صص 609-617، 1990. در ناشر · مشاهده در گوگل پژوهشگر · مشاهده در Scopus5.H. Benkirane، K. Sabounji، عباس Chlyah، و Chlyah H.، "جنین زایی بدنی و باززایی گیاه از قطعات گل آذین نابالغ و coleoptiles های گندم دوروم،" کارخانه سلول، بافت و اندام فرهنگ، جلد. 61، نه. 2، صص 107-113، 2000. در ناشر · مشاهده در گوگل پژوهشگر · مشاهده در Scopus6.A. احمد، زونگ H. دبلیو وانگ، و Sticklen MB، "شوت مریستم آپیکال: بازسازی و ریشه در شرایط in vitro در گندم (. Triticum aestivum L.) در سلولی در شرایط آزمایشگاهی و زیست شناسی رشدی، جلد. 38، نه. 2، صص 163-167، 2002. در ناشر · مشاهده در گوگل پژوهشگر · مشاهده در Scopus7.T. A. آرمسترانگ، SG متز، و Mascia PN، "دو سیستم بازسازی برای تولید گیاهان هاپلوئید از کشت بساک گندم، علوم گیاهی، جلد. 51، نه. 2-3، ص 231-237، 1987. نمایی در Scopus8.F. Delporte، Mostade O.، و به JM Jacquemen "باززایی گیاه از طریق شروع کالوس از قطعات نازک جنین بالغ ژنوتیپ گندم (Triticum aestivum)،" کارخانه سلول، بافت و اندام فرهنگ، جلد. 67، 1، ص 73-80، 2001. 9.J. : M. Zale، H. Borchardt-Wier، Kidwell KK، و Steber CM، "القاء کالوس و باززایی گیاه از جنین های بالغ از یک مجموعه متنوع از ژنوتیپ های گندم، سلول گیاهی، بافت و اندام فرهنگ، جلد. 76، نه. 3، ص 277-281، 2004. در ناشر · مشاهده در گوگل پژوهشگر · مشاهده در Scopus10.Y. یو، جی وانگ زو ML، و ZM وی، "بهینه سازی بالغ القاء کالوس جنین، بر اساس فرکانس بالا و باززایی گیاه از نخبگان رقم گندم کشت شده در چین،" اصلاح نباتات، جلد. 127، نه. 3، ص 249-255، 2008. در ناشر · مشاهده در گوگل پژوهشگر · مشاهده در Scopus11.W. جیانگ، C.، Myeong-JE و Lemaux PG، "بهبود کیفیت کالوس و regenerability طولانی مدت در مدل و جو (Hordeum vulgare L) رقم سرکش،" بیوتکنولوژی گیاهی، جلد. 15، نه. 2، صص 63-69، 1998. نمایی در Scopus12.A. M. کاستیلو، B. Egaña، JM سانز، و Cistué L.، "جنین زایی بدنی و باززایی گیاه از ارقام جو کشت شده در اسپانیا،" گزارش های سلول های گیاهی، جلد. 17، نه. 11، صص 902-906، 1998. در ناشر · مشاهده در گوگل پژوهشگر · مشاهده در Scopus13.S. Ganeshan، M. Baga،، BL Harwey، BG Rossnagel، Scoles GJ، و Chibbar RN، "تولید چند ثانیه hoots از thiadiazuron درمان جنین بالغ و meristems های leaf-base/apical جو (Hordeum vulgare L)،" سلول گیاهی ، اندام، بافت و فرهنگ ج. 73، ص 57-64، 2003. 14.M. Dracup، "افزایش تحمل به شوری گیاهان از طریق کشت سلولی نیاز به درک بیشتری از مکانیسم های تحمل،" استرالیا فیزیولوژی گیاهی، جلد. 18، صص 1-15، 1991. 15.M. تال "در انتخاب آزمایشگاهی برای تحمل به شوری در گیاهان زراعی: ملاحظات نظری و عملی، در آزمایشگاهی سلولی و زیست شناسی رشدی، جلد. 30، 4، ص 175-180، 1994. نمایی در Scopus16.M. N. برکات و TH عبدل لطیف، "انتخاب در آزمایشگاه از کالوس گندم متحمل به سطوح بالایی از نمک و باززایی گیاه،" Euphytica، جلد. 91، نه. 2، صص 127-140، 1996. نمایی در Scopus17.M. G. و Karadimova Djambova، "نمک طعام تحمل گندم (گندم نان دوروم Desf L. و T.) را از طریق انتخاب در آزمایشگاه افزایش یافته است،" سلولی در شرایط آزمایشگاهی و زیست شناسی رشدی، جلد. 23، ص 180-182، 1993. 18.S. Lutts، JM Kinet، و Bouharmont J.، "بررسی اثر تنش شوری بر رشد، تغذیه معدنی و تجمع پرولین در رابطه با تنظیم اسمزی در برنج (Oryza sativa L.) در ارقام مختلف در مقاومت به شوری،" کارخانه تنظیم رشد، جلد. 19، نه. 3، ص 207-218، 1996. نمایی در Scopus19.R. H. الیس، Summerfield RJ، برو Edmeades ها و RH رابرتز، ". طول، دما، و فاصله از کاشت تا شروع منگوله در ارقام متنوع ذرت"، گندم، ج. 32، صفحات 1225-1232، 1992. 20.H. S. Saini و Aspinall D.، "عقیم سازی در گندم (. Triticum aestivum L.) در القاء شده توسط تنش کمبود آب یا درجه حرارت بالا: میانجیگری توسط اسید abscisic ممکن،" استرالیا فیزیولوژی گیاهی، جلد. 9، صص 529-537، 1982. 21.R. جی جونز، Roessler JA، و Ouattar S.، "محیط حرارتی در طول تقسیم سلولی اندوسپرم ذرت: اثر بر تعداد سلول های اندوسپرم و گرانول های نشاسته،" علوم زراعت و اصلاح نباتات، جلد. 25، صص 830-834، 1985. 22.M. گانگ، SN چن، آهنگ YQ و ZG لی، "اثر کلسیم و calmodulin در تحمل گرما ذاتی در رابطه با سیستم های آنتی اکسیدانی در نهال ذرت،" استرالیا فیزیولوژی گیاهی، جلد. 24، نه. 3، ص 371-379، 1997. نمایی در Scopus23.J. A. اندرسون و Padhye SR، "تجمع پروتئین، مهار ظرفیت رادیکال، و ثبات سیستم های دفاع پراکسید هیدروژن در گرما تاکید پروانش و برگ نخود شیرین،" مجله جامعه آمریکا برای علوم باغبانی، جلد. 129، نه. 1، ص 54-59، 2004. نمایی در Scopus24.J. A. Imlay و S. استخر، "خسارت دی ان ای و رادیکال اکسیژن سمیت،" علم، جلد. 240، نه. 4857، ص 1302-1309، 1988. نمایی در Scopus25.C. : M. Creus، RJ Sueldo، و Barassi CA، روابط آب و عملکرد در Azospirillum-تلقیح گندم در این زمینه در معرض خشکسالی، "مجله کانادا گیاه شناسی، جلد. 82، نه. 2، صص 273-281، 2004. در ناشر · مشاهده در گوگل پژوهشگر · مشاهده در Scopus26.T. Murashige و اسکوگ F.، "متوسط ​​تجدید نظر شده برای رشد سریع و bioassays با فرهنگ بافت توتون و تنباکو،" پلانتاروم Physiologia، جلد. 15، ص 473-497، 1962. 27.D. G. او YM یانگ، و KJ به اسکات، "مقایسه کالوس سپرچه و epiblast کالوس در گندم اثر ژنوتیپ سن جنین، و متوسط،" علوم گیاهی، جلد. 57، نه. 3، ص 225-233، 1988. نمایی در Scopus28.J. محمد گونزالس، Friero E.، و Jouve N.، "اثر ژنوتیپ و فرهنگ رسانه در تشکیل کالوس و باززایی گیاه از جنین نارس (گندم turgidum Desf.) ارقام، اصلاح نباتات، جلد. 120، نه. 6، ص 513-517، 2001. در ناشر · مشاهده در گوگل پژوهشگر · مشاهده در Scopus29.H. رشید، RA غنی، زهرا چادری، اس ام اس نقوی و احمد قریشی، "اثرات رسانه ها، تنظیم کننده های رشد و ژنوتیپ بر روی القاء کالوس و باززایی در گندم (. Triticum aestivum L.) در" بیوتکنولوژی، جلد. 1، هیچ. 1، ص 46-54، 2002. 30.J. Y. چن یو Q. R.، H. X. Xu در X.-J. چن، و YM ژانگ، "بررسی بر بازسازی گیاه از جنین گندم بالغ تحت حمایت اندوسپرم فرهنگ،" علوم کشاورزی در چین، جلد. 5، هیچ 8، ص 572-578، 2006. در ناشر · مشاهده در گوگل پژوهشگر · مشاهده در Scopus31.A. : G. Nasircilar، K. Turgut، و Fiskin K.، کالوس و باززایی گیاه از جنین های بالغ از ارقام مختلف گندم، "پاکستان مجله گیاه شناسی، جلد. 38، نه. 3، ص 637-645، 2006. نمایی در Scopus32.P. J. دیل و Deambrogio E.، "مقایسه القاء کالوس و باززایی گیاه از جداکشت های مختلف (. Hordeum vulgare L.)" Zeitschrift Pflanzenzuchtung خز، ج. 94، صص 65-77، 1976. 33.R. دنی G.، "تحقیقات بیوتکنولوژیکی پنبه: دو دهه در قهقرا اتحاد جماهیر شوروی،" پیشرفت در علوم گیاهی، جلد. 5، صص 433-447، 1992. 34.A. (قرآن) Chaudhury و R.، "جنین زایی بدنی و باززایی گیاه از نوع چمن bermudagrass: اثر 6-benzyladenine در محیط کشت کالوس،" کارخانه سلول، بافت و اندام فرهنگ، جلد. 60، نه. 2، صص 113-120، 2000. در ناشر · مشاهده در گوگل پژوهشگر · مشاهده در Scopus35.D. E. Bradle، Bruneau AH، و R. (قرآن)، "اثر از درمان رقم ریزنمونه دارد، و مکمل های متوسط ​​بر روی القاء کالوس و باززایی plantlet در چچم چندساله،" انجمن بین المللی چمن مجله، جلد 9، ص 152-156، 2001. 36.D. G. او، G. تنر و KJ به اسکات، "جنین زایی بدنی و مورفوژنز در کالوس حاصل از epiblast از جنین های نارس گندم (Triticum aestivum)، علوم گیاهی، جلد. 45، 2، صص 119-124، 1986. نمایی در Scopus37.P. Bregitzer، Dahleen LS، و RD کمپبل، "بهبود باززایی گیاه از کالوس embryogenic از ارقام تجاری،" گزارش های سلول های گیاهی، جلد. 17، نه. 12، صص 941-945، 1998. در ناشر · مشاهده در گوگل پژوهشگر · مشاهده در Scopus38.A. MR Balli، Rossnagel BG، و Kartha KK، "ارزیابی از 10 جو کانادا (Hordeum vulgare L)، رقم برای پاسخ کشت بافت"، مجله علوم گیاهی، جلد کانادا. 73، صص 171-174، 1993. 39.S. با A. ال Meleigy، MF Gabr، FH محمد، و کارشناسی ارشد اسماعیل، "به شوری نمک طعام از گوجه فرنگی کشت و اصلاح خطوط مختلف در تحمل به نمک در فرهنگ کالوس،" مجله بین المللی کشاورزی و زیست شناسی، جلد. 6، نه. 1، ص 19-26، 2004. 40.A. م روس، محمد Panoff، F. پرز Alfocea، و Bolarin MC، "پاسخ نمک طعام در calli گوجه فرنگی و گیاهان کامل،" مجله فیزیولوژی گیاهی، جلد. 155، نه. 6، صص 727-733، 1999. نمایی در Scopus41.A. م روس، S. ریوس، Olmos E.، A. سانتا کروز، و Bolarin MC، "فرهنگ در دراز مدت تغییر پاسخ نمک خطوط کالوس از گونه های گوجه فرنگی نمک مقاوم و حساس به نمک،" مجله فیزیولوژی گیاهی ، ج. 157، نه. 4، ص 413-420، 2000. نمایی در Scopus42.D. م چن FJ Keiper، و LF د Filippis، "تغییرات فیزیولوژیکی companying القاء تحمل به شوری در اکالیپتوس microcroys شاخساره در کشت بافت،" مجله فیزیولوژی گیاهی، جلد. 152، ص 555-563، 1998. 43.T. Abebe، AC Guenzi، B. مارتین، و JC Cushman، "تحمل از مانیتول جمع آوری گندم تراریخت به تنش آب و شوری، فیزیولوژی گیاهی، جلد 131، نه. 4، صفحات 1748-1755، 2003. مشاهده در ناشر · مشاهده در گوگل پژوهشگر · مشاهده در پاب · مشاهده در Scopus44.L. Benderradji، F. Brini، S. بن عمار، و همکاران، "حمل و نقل سدیم در نهال دو گندم نان (. Triticum aestivum L.) در ژنوتیپ های متفاوت در تحمل خود را به نمک استرس"، مجله علوم زراعت و اصلاح نباتات، جلد استرالیا. 5، هیچ 3، ص 233-241، 2011. 45.S. Lutts، محمد Almansouri، و به JM Kinet "شوری و تنش متضاد اثرات آن بر رابطه بین رشد و زنده ماندن سلولها در طول و پس از قرار گرفتن در معرض استرس در کالوس گندم دوروم، علوم گیاهی، جلد. 167، 1، ص 9-18، 2004. در ناشر · مشاهده در گوگل پژوهشگر · مشاهده در Scopus46.R. A. ریچاردز، "تعریف معیارهای انتخاب به منظور بهبود عملکرد را تحت خشکسالی،" کارخانه تنظیم رشد، جلد. 20، 2، صص 157-166، 1996. نمایی در Scopus47.H. J. Bohnert، RG جنسن، گل TJ، و AR Yeo، "متابولیک مهندسی برای نمک افزایش تحمل، گام بعدی،" استرالیا فیزیولوژی گیاهی، جلد. 23، نه. 5، صص 661-667، 1996. نمایی در Scopus48.I. Winicov، "خواص برنج (Oryza sativa L.) در گیاهان بازسازی شده از رده های سلولی مقاوم در برابر نمک،" علوم گیاهی، جلد. 113، نه. 1، ص 105-111، 1996. در اسکوپوس